Especies de Cuscuta
Especies de Orobanche
Especies de Striga
Yang-han Li
Las especies de Cuscuta (ver Fotos 6a., 6b., 6c.), son parásitos de las partes aéreas de otras plantas, incluyendo muchas especies cultivables. El género, que comprende alrededor de 150 especies, a veces es ubicado en la familia Convolvulaceae y ocasionalmente en su propia familia Cuscutaceae. El número de especies que se presentan sobre los cultivos es alrededor de unos 14, entre los cuales C. campestris es el más ampliamente propagado y agresivo. La identificación es difícil, la que depende de las características de la inflorescencia y la flor, especialmente el estilo y el estigma.
Después de la germinación se produce una raíz corta e hinchada y un tallo delgado. Una plántula de Cuscuta emerge primeramente como un arco, después se endereza y comienza a rotar lentamente con un movimiento contrario a las manecillas del reloj e imperceptiblemente barredor. En esta etapa la planta contiene alguna clorofila y tiene un color verde definido que pronto perderá (Musselman y Sand 1984). Las plantas de Cuscuta requieren de luz para rotar, adherirse a plantas hospederas y desarrollarse normalmente (Lane y Kasperbauer, 1965).
Las plántulas de Cuscuta emergen típicamente desde una profundidad de 1-2 cm. Sin embargo, Sitkin (1976) informó trabajos sobre la biología de C. campestris indicando que esta puede emerger a una profundidad de 10 cm de la superficie del suelo. Si no existe una planta hospedera adecuada a lo largo de 7, 5 cm de la planta de Cuscuta, ésta morirá por falta de apoyo. Cuscuta emite haustorios en forma de punteros que penetran y se conectan con el sistema vascular, los que en lo sucesivo garantizan que la parásita viva completamente a expensas de la planta hospedera. En esta etapa la conexión de la plántula con el suelo se descontinúa. La plántula de Cuscuta muere de no lograr conectarse con un hospedero adecuado en pocos días. Después de la adhesión al hospedero, nuevas raíces se desarrollan que crecen rapidamente, hasta 7.5 cm por día, que se adhieren de nuevo a otras plantas hospederas. Una sola planta de estas especies anuales puede propagarse hasta un diámetro de 3 metros o más durante una temporada de desarrollo (Dawson et al. 1984).
Cuscuta desarrolla racimos de flores que pueden ser blancas, rosadas o amarillentas. Estas producen abundantes cápsulas (frutas) que contienen semillas que son de gris a pardas, regularmente redondas, con una textura de superficie fina y áspera. En un año sólo una pequeña parte de la población total de semillas en el suelo germina, debido a que la mayoría de las semillas de Cuscuta son duras y su tegumento es impermeable al oxígeno y al agua, por lo que su germinación se inhibe. Las semillas de Cuscuta tienen considerable longevidad en el suelo y en almacenamiento seco. Krapelyan (1972) mostró que la máxima germinación de diversas especies, incluyendo C. campestris, se producía después de cuatro a seis años en el suelo. Menke (1954) informó que bajo condiciones de campo las semillas de Cuscuta podían permanecer latentes hasta diez años.
Como las semillas de Cuscuta pierden gradualmente su latencia con el tiempo en la medida que su tegumento se hace permeable al oxígeno y al agua, algunas semillas siempre serán capaces de germinar bajo condiciones favorables. Una vez que un campo ha sido infestado por las parásitas, el problema de Cuscuta puede renovarse cada año y durante mucho tiempo, aún sin producirse nuevas semillas.
Foto 6a. Plantas de Cuscuta japonica en crecimiento vegetativo
Foto 6b. Cuscuta japonica en floración
Distribución/importancia. El género Cuscuta tiene una distribución cosmopolita. Las especies se presentan esporádicamente a través de los trópicos húmedos y están ampliamente propagadas en los subtrópicos semi-áridos y las áreas templadas donde los cultivos son más frecuentemente atacados. En India, la especie más común es Cuscuta reflexa Roxb., plaga frecuente de los árboles y arbustos ornamentales, incluyendo al café y los cítricos, así como de plantas herbáceas. Cuscuta chinensis Lam. también aparece como un problema en un grupo de cultivos en India, incluyendo la alfalfa y varias hortalizas, pero C. campestris Yunck., de Norte América, es el principal problema en la mayoría de las regiones, que aparece atacando un amplio rango de hospederos que incluye a la alfalfa, la remolacha azucarera, las hortalizas y a veces arbustos, tales como el café.
Cuscuta spp. no presentan especificidad de hospederos (Gaertner, 1950). Cuscuta europaea L. se ha encontrado en 237 especies, C. epithymum L. en 147 y C. campestris en 69. Sitkin (1976) confirmó que la susceptibilidad de los hospederos puede variar con la edad. C. campestris puede atacar plantas jovenes de tomate, pero no plantas con más de 21 días de edad.
Cuscuta spp. no sólo reducen el rendimiento y calidad del cultivo, sino también interfieren en la cosecha mecanizada y elevan el costo de la limpieza de la semilla. Las semillas de Cuscuta están totalmente prohibidas al resultar impureza en las semillas agrícolas y el forraje del ganado y están declaradas como malezas nocivas en muchas regiones del mundo.
Prevención. El principal medio de diseminación hacia áreas nuevas es mediante las actividades humanas. Cuscuta se puede propagar de una finca o predio a otra mediante la labranza o la cosecha de un campo infestado de sus semillas y moviendo los equipos hacia otra finca sin limpiarlos minuciosamente. Los campos se pueden infestar de Cuscuta a través de la aplicación de estiércol de animales que han comido heno o forraje contaminado con semillas de la parásita.
Es más fácil prevenir el establecimiento de Cuscuta que erradicarla después de su aparición. Muchos de los hospederos de Cuscuta son especies silvestres que hacen imposible su erradicación y control.
Tratamiento localizado o por manchones. Cuscuta aparece primero en un terreno como manchones aisladas. Si se toman medidas enérgicas para destruir esta infestación inicial, se puede evitar su propagación. Las infestaciones aisladas de Cuscuta se pueden controlar mediante una combinación de tratamiento con herbicidas de contacto, corte y quema. El corte tiene que realizarse debajo del punto al cual Cuscuta está adherida. Los herbicidas de contacto, tales como paraquat aplicados a los manchones de Cuscuta destruirán las plantas verdes, pero no destruyen los tallos basales leñosos de las plantas hospederas en los que algunos de los haustorios están adheridos.
En los cultivos de crecimiento denso, como la alfalfa, se debe tratar más allá de los márgenes de cada manchón para asegurar que se están destruyendo todas las plantas de Cuscuta. Se debe visitar nuevamente los campos a intervalos de dos semanas para detectar poblaciones sobrevivientes y controlar cualquier nuevo manchón durante los años subsiguientes.
Tratamiento de campo completo. Infestaciones generalizadas requieren de métodos selectivos para destruir las plántulas de Cuscuta antes de su adhesión al hospedero. Como Cuscuta generalmente continúa germinando a lo largo de la primavera y el verano se debe lograr un control durante varios meses de cada año. Los métodos disponibles raramente ofrecen un 100% de control de Cuscuta. Sin embargo, la combinación de métodos culturales y químicos puede aportar un nivel aceptable de control.
Las plántulas de Cuscuta se desprenden fácilmente del suelo mediante la labranza y su muerte se produce por el enterramiento o la desecación. La labranza repetida asegura que ninguna plántula sobreviva. La irrigación a intervalos no frecuentes para producir una superficie seca de suelo también impide la germinación de Cuscuta. Durante el tiempo del año en que está presente una densa cubierta del cultivo, el efecto combinado del suelo seco y el sombreado constituyen una parte importante del programa integrado de control de Cuscuta.
Cuscuta no parasíta la mayoría de las Gramineae y, por lo tanto, las reservas de semillas de Cuscuta en el suelo se pueden reducir significativamente en dos o más años con la siembra de un pasto o cereal. Las plántulas de Cuscuta se adhieren primero a plántulas de malezas de hoja ancha y después parasitan la planta de cultivo, por lo que el control de malezas de hoja ancha constituye una contribución importante al control de Cuscuta.
Los herbicidas aplicados al suelo para destruir las plántulas de Cuscuta antes que se adhieran a la planta hospedera pueden ser altamente efectivos. Estos incluyen al chlorprophan (CIPC), DCPA (clorthal-dimetil), pronamida (propyzamida), CDEC y dichlobenil. En muchos cultivos estos herbicidas controlan Cuscuta selectivamente, mientras que diquat y paraquat son los herbicidas más comunmente usados para la destrucción por contacto de Cuscuta en cultivos perennes.
El descubrimiento por Lee y Timmons (1954, 1956) de que chlorprophan a 6 kg/ha destruía selectivamente Cuscuta en alfalfa marcó el comienzo del control químico selectivo de esta maleza. Dichlobenil a 2 kg/ha también es efectivo (Dawson 1969). El insecticida carbaryl a 0.8 kg i.a./ha, aplicado con el chlorprophan, extendió el control en uno a dos semanas. Trifluralin y pendimethalin han desplazado ahora en alguna medida el uso de chlorprophan (Dawson, 1990). Dawson (1989) ha demostrado también que glifosato se puede aplicar a la alfalfa a 75-150 g i.a./ha para el control de Cuscuta establecida.
La soja es dañada por varias especies de Cuscuta. En China la aplicación de una suspensión de conidios de Collectotrichum gloeosporioides para el control biológico de Cuscuta spp ha resultado ser efectivo. La aplicacion de hormonas (0.1 % ANA) para la inhibición de la formación de haustorios también puede controlar selectivamente Cuscuta.
Dawson J.H. 1969. Longevity of dodder control by soil-applied herbicides in the greenhouse. Weed Science 17: 295-98.
Dawson J.H. 1989. Dodder (Cuscuta spp.) control in established alfalfa (Medicago sativa) with glyphosate and SC-1224. Weed Technology 3: 552-559.
Dawson J.H. 1990. Dodder (Cuscuta spp.) control with dinitroaniline herbicides in alfalfa (Medicago sativa). Weed Technology 4: 341-348.
Dawson J.H., F.M. Ashton, W.V. Welker, J.R. Frank y G.A. Buchanan 1984. Dodder and its Control. U.S.D.A. Farmers' Bulletin Number 2276, 23 pp.
Gaertner E.E. 1950. Studies of seed germination, seed identification, and host relationships in dodder, Cuscuta spp. Cornell University Agricultural Experiment Station Memoir 294, 56 pp.
Karapetyan N.O. 1972. The effects of depth and duration of burial of dodder seeds in the soil on their germination. Izvestiya sel'skokhozyaistvennoi Nauk (Armyanskoi SSR) 5: 49-54.
Krohn V. 1934. Kurzer Bericht uber Cuscuta halophyta Fries. Phytopathologische Zeitschrift 8: 505-14.
Lane H.C. y M.J. Kasperbaver 1965. Photomorphogenic responses of dodder seedlings. Plant Physiology 40: 109-113.
Lee W.O. y F.L. Timmons 1954. CIPC gives promise of controlling dodder in alfalfa. Utah Agr. Exp. Sta. Farm and Home Science 15: 3, 20-22.
Lee W.O. y F.L. Timmons 1956. Evaluation of pre-emergence and stubble treatments for the control of dodder in alfalfa seed crops. Agronomy Journal 48: 6-10.
Menke H.F. 1954. Dodder infestation can halt certified seed production. Western Feed and Seed 9: 24, 36, 37.
Musselman L.J. y P.F. Sand 1984. Parasitic spaghetti - the dodders (Genus Cuscuta). Weeds Today 15: 5-6.
Sitkin R.S. 1976. Parasite-host interactions of field dodder (Cuscuta campestris) MSc thesis, Cornell Univ., EE.UU.
J. Sauerborn
Las especies de Orobanche son parásitas de la raíz, que no contienen clorofila, que invaden el tejido radical del hospedero con la ayuda de haustorios para absorber el agua y los nutrientes, casi exclusivamente de plantas hospedantes de hoja ancha. De las más de cien especies en el género Orobanche (Orobanchaceae) sólo unas pocas poseen importancia económica como malezas. Las más importantes están relacionadas en la Tabla 1.
Tabla 1. Principales especies de Orobanche
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Especies |
Características |
Hospederas |
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Orobanche aegyptiaca Pers. (Foto 7a.) |
ramificado hasta 40 cm |
tomate, papa, lenteja, repollo |
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Orobanche ramosa L. (Foto 7b.) |
ramificado hasta 40 cm |
tomate, tabaco, papa, berenjena, repollo, cañamo, mostaza. |
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Orobanche crenata Forsk. (Foto 7c.) |
ramificado hasta 1.3 m |
habas, lenteja, garbanzo, arveja, guisantes, apio, zanahoria |
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Orobanche minor Sm. |
ramificado 10 a 50 cm |
alfalfa, trébol |
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Orobanche cernua Loefl. (Foto 7d.) |
ramificado hasta 40 cm |
tomate, berenjena, papa |
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Orobanche cumana Wallr. |
ramificado hasta 40 cm |
girasol |
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Orobanche foetida Poir. |
ramificado hasta 50 cm |
alfalfa, trebol, habas |
Distribución/importancia. Cada especie está ampliamente propagada, por ejemplo O. cernua desde el Atlántico hasta China, O. minor desde Cabo Verde a través de Europa y el norte de Africa hacia el este hasta el Cáucaso y hacia el sur hasta Mozambique. El comercio y el turismo internacional han ayudado a dispersar las semillas. Las especies de Orobanche encontradas en zonas meridionales al ecuador son generalmente especies introducidas, p.ej. O minor en Africa Oriental y Nueva Zelandia, O. cernua en Australia Occidental y O. mutelii (variante de O. ramosa) en Sudáfrica. Junto a cultivos como el cáñamo o sisal, el tabaco y el trébol, O. minor y O. ramosa fueron diseminadas en Norteamerica. Orobanche spp. están actualmente reportados en más de 50 países.
Aunque Orobanche spp. actualmente se encuentran por todo el mundo los principales centros de distribución son la región Mediterránea, Europa oriental y Asia occidental, donde alrededor de 16 millones de hectáreas de tierras cultivables están amenazadas (Sauerborn 1991a). La parásita daña al hospedero a través de la extracción de agua, minerales y compuestos orgánicos, por lo que su crecimiento y rendimiento se ve reducido. Varias especies difieren en sus rangos de hospederos y en las épocas de crecimiento. O. cernua, O. cumana, O. mutelii atacan a cultivos de verano y O. crenata a los de invierno, mientras que O. aegyptiaca y O. ramosa atacan a ambos. La magnitud de las pérdidas de los cultivos debido a las parásitas es dependiente del nivel de infestación en el campo. La mayor parte del daño ya está hecho antes de que la parásita emerja sobre la superficie del suelo y puede ser vista por el agricultor. Además, la mayoría de las parásitas adheridas permanecen por debajo de la superficie del suelo y solo del 10 al 30 % de estas emergen. Donde las infestaciones son severas los campos puede que tengan que ser retirados de la producción y abandonados.
Hasta ahora no se han encontrado medios de control que sean tanto eficaces como económicos. Bajo sistemas de cultivo de bajos insumos, que son típicos de las regiones infestadas, las medidas químicas y físicas más efectivas, pero a la vez costosas, que incluyen la fumigación y la solarización, pueden no estar al alcance de los agricultores. Los métodos culturales, incluyendo la siembra tardía, el uso de cultivos de trampa y captura, el arranque manual son opciones menos costosas para reducir los niveles de la parásita en el suelo y las pérdidas de rendimiento de los cultivos.
Arranque manual. El desyerbe manual puede ser una medida útil de control de Orobanche. Desafortunadamente, a menudo éste sólo se inicia por el agricultor después de dos o tres años, cuando la infestación ya ha alcanzado un alto nivel. Para evitar la diseminación es importante iniciar las medidas de control cuando se observe por primera vez la parásita en un campo no infestado previamente. Cuando existen muchas semillas de la parásita en el suelo y el nivel de emergencia es alto, el desyerbe manual se hace particularmente tedioso y laborioso. Sin embargo, el desyerbe manual reduce la producción de nuevas semillas, por lo que la población de éstas puede ser reducida a largo plazo.
El mejor momento para el desyerbe manual es después de la caída de las flores de Orobanche, pero antes de que las cápsulas y semillas estén maduras (ICARDA 1989). El desyerbe en etapas más tempranas aumenta la emergencia de plantas y exige repetidas operaciones. Es importante eliminar las parásitas del campo después del desyerbe, ya que Orobanche es capaz de producir semillas viables aún después de haberse arrancado las plantas en estadio de floración. El desyerbe manual puede ser un método práctico, particularmente ante un nivel bajo de infestación y en combinación con herbicidas.
Siembra tardía. La siembra tardía del cultivo, como medio de escapar a los peores efectos de la infestación de O. crenata, es una técnica tradicional usada por los agricultores en la región Mediterránea. Sin embargo, debido al corto período vegetativo del cultivo, tendrá lugar una reducción de rendimientos, a menos que se utilicen variedades de maduración temprana. Con la siembra tardía de cultivos de invierno, tales como habas, en diciembre-enero, en lugar de octubre-noviembre el número de plantas de Orobanche emergidas se puede reducir hasta un 90% y consecuentemente aumentar los rendimientos. La reducción de plantas de Orobanche adheridas al cultivo sembrado tardíamente puede ser atribuída a factores ambientales, particularmente a los efectos de la temperatura. La siembra tardía está correlacionada con bajas temperaturas en condiciones Mediterráneas, las que no son óptimas para el crecimiento y desarrollo de la parásita (Sauerborn 1989).
La rotación con cultivos-trampas ofrece cierto potencial para el control de parásitas radicales. Los cultivos-trampas son plantas que estimulan la germinación de las semillas de la parásita, pero que no se autoinfestan, poor lo que reducen la población de semillas en el suelo. Las opciones en el uso de cultivos-trampas variarán de acuerdo a la especie de Orobanche que se requiere controlar. Estas opciones incluyen linaza, frijol lablab (Lablab purpureus), frijol mungo (Vigna radiata), culantro o coriandro (Coriandrum sativum), alverjana (Lathyrus ochrus) y Vicia spp. Se puede esperar que tales plantas de cultivo estimulen alrededor de un 30% de germinación de las semillas de Orobanche.
El establecimiento de cultivos-trampas en rotación con cultivos susceptibles como mejor se puede usar es como parte de un programa de manejo integrado. Este se recomienda utilizar para evitar el incremento de la población de semillas en el suelo.
Herbicidas. El uso de herbicidas para el control de Orobanche no ha sido generalmente aceptado por los agricultores. Además del problema del costo, no se ha encontrado ningún herbicida que brinde un control selectivo perfecto y que garantice un rendimiento normal. Los herbicidas disponibles, p.ej. glifosato o los compuestos imidazolinonas, imazaquin e imazethapyr se pueden usar en leguminosas de período frío y pueden, al menos parcialmente, evitar la emergencia de la parásita y así reducir la producción de semillas. Glifosato se ha usado para el control de Orobanche en habas, pero los resultados han sido más bien variables. Un problema para el agricultor es el momento de la aplicación. Por ejemplo, glifosato tiene que ser asperjado sobre la planta hospedera mientras que O. crenata está aún en estadio subterráneo, cuando el agricultor aun desconoce el nivel de daños probable. El riesgo de una sobredosis, por una baja infestación de la parásita, es alto. Un mejor conocimiento del nivel de la infestación subterránea es una condición para un control satisfactorio.
La resistencia del hospedero puede ser un medio eficaz para reducir el nivel de reproducción de la parásita. El mejoramiento y selección de variedades resistentes ha tenido cierto éxito en girasol, habas y arveja. Los mecanismos de resistencia a Orobanche no se conocen aún completamente. Se ha encontrado en girasol, que la lignificación de las paredes de las células radicales, que obstaculiza la penetración de la parásita, juega un papel importante. La obtención por mejoramiento de variedades resistentes puede ser negativamente afectada por el desarrollo subsiguiente de nuevas razas de Orobanche, lo que resulta ser un reto permanente a los mejoradores. Esto ha sucedido, especialmente en el caso de girasol, en Europa Oriental.
Agentes de control naturales. Aún no existen técnicas de control biológico totalmente disponibles. Varios hongos atacan Orobanche, entre ellos, Fusarium oxysporum f. sp. orthoceras se ha usado con buenos resultados. El hongo causa pudrición en la unión entre el hospedero y la parásita, por lo que detiene el desarrollo de la parásita. La reproducción del hongo es fácil, lo cual se puede realizar sobre granos de cebada esterilizados o sobre una mezcla de harina de maíz y paja desmenuzada. El suelo se inocula con el hongo durante la siembra o el trasplante de un hospedero susceptible. Esta técnica es especialmente útil para el control de Orobanche en cultivos de hortalizas de alto valor, por ejemplo, el melón.
El control biológico usando la mosca Phytomyza orobanchia Kalt. (Diptera, Agromyzidae) también puede ser efectivo. La mosca deposita sus huevos dentro de la yema, la flor o el tallo. Las larvas se alimentan principalmente de las cápsulas, pero también en el tallo. La mosca es capaz de destruir hasta el 90% de las semillas de Orobanche. El aumento artificial de la población de insectos es necesario se realice mediante la liberacion de pupas invernalizadas o mediante la cría masiva inmediatamente antes de la emergencia del Orobanche. Se ha logrado un exitoso control del Orobanche en girasol y melón en Europa del Este mediante la aplicación de este método.
En países con agricultura de bajos insumos las medidas de control de bajo costo son en la actualidad las más factibles de uso. El control integrado, incluyendo la siembra de ciertos cultivos en combinación con una variedad de maduración temprana del cultivo, el desyerbe del Orobanche y su posterior extracción del campo, resultarán en una significativa reducción del número de semillas en el suelo y una reducción en las pérdidas de rendimiento.
ICARDA 1989. Food legume improvement program. Annual Report. ICARDA, P.O. Box 5466, Aleppo, Siria, pp 243-266.
Sauerborn J. 1989. The influence of temperature on germination and attachment of the parasitic weed Orobanche spp. on lentil and sunflower. Angewandte Botanik 63: 543- 550.
Sauerborn J. 1991a. The economic importance of the phytoparasites Orobanche and Striga. En: J.K. Ransom, L.J. Musselman, A.D. Worsham and C. Parker (Eds.) Proceedings, 5th International Symposium on Parasitic Weeds, Nairobi, Kenya, 1991, pp 137-143.
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L.J. Musselman
Las especies de Striga son parásitas de la raíz. Ellas son plantas verdes, capaces de fotosintetizar, pero que obtienen la mayoría de sus nutrientes de las plantas hospederas a las cuales están adheridas a través de raíces especializadas llamadas haustorios. Todo el material que se traslada desde el hospedero hacia la parásita tiene que pasar a través del haustorio, que es el puente fisiológico y morfológico, y la caracteristica sobresaliente de todas las angiospermas parasíticas.
Como parásitos, las especies Striga poseen una fisiologáa altamente especializada, con un complejo proceso de germinación que comprende la comunicación química entre el hospedero y la parásita, además de un sistema altamente adaptado para la extracción y metabolismo eficiente de los productos tomados del hospedero. Como malezas estas plantas tienen la habilidad de invadir nuevas áreas, reproducirse rápidamente y ser variables.
Aunque existen hasta 30 especies de Striga, solamente unas pocas son de importancia económica. Estas son, en orden aproximado de importancia: Striga hermonthica Benth. (Foto 8a.), S. asiatica (L.) Kuntze (Foto 8b.), S. gesnerioides (Willd.) Vatke (Foto 8c.), S. forbesii Benth. y S. aspera (Willd.) Benth (Foto 8d.). De menor importancia son S. densiflora (Benth.) Benth. y S. angustifolia (Don) Saldanha, las cuales no serán discutidas posteriormente. Ocasionalmente se encuentran otras especies sobre los cultivos, pero con poco daño informado.
Distribución/importancia. El género es principalmente africano en su distribucion. Sin embargo, Striga spp. se encuentran también en India, China y el Sudeste Asiático. Dos especies se han introducido en el Nuevo Mundo.
La especie más significativa a nivel mundial es la S. hermonthica, que se encuentra a lo largo de las regiones semi-áridas del Este y el Oeste Africano y en la parte sureña de la Península Arábica. Esta especie ataca los cultivos de cereales de subsistencia más importantes de estas áreas, incluyendo mijo perla, sorgo, maíz y arroz; también caña de azúcar y otros cereales. S. hermonthica difiere de la mayoría de las otras especies de Striga en que es una planta de polinización cruzada, por lo tanto requiere de un insecto vector para la producción de semillas (Musselman et al. 1991). Esto significa que puede existir gran variabilidad inherente dentro de una sola población. Otras Striga son autopolinizadas y grandes poblaciones pueden ser genéticamente uniformes.
S. aspera, fácilmente confundida con S. hermonthica, es otra especie africana de amplia distribución. Estas presentan diferencias en la forma de la corola, pero lo más significativo posiblemente sea que S. aspera crece en pastos nativos, así como en otros cultivos. S. aspera también emerge y comienza a florecer mucho más temprano que S. hermonthica.
Striga asiatica es la especie más ampliamente distribuida de este género y también la más variada en su morfología y habitat. Esta se encuentra en la mayor parte de Africa, el sur de la península Arábica, las islas Mascarene y Madagascar, el subcontinente indio, China, Indonesia, Australia y Filipinas. S. asiatica fue accidentalmente introducida en los estados de Carolina, en los EE.UU.
Esta especie es parte de un complejo de taxones que tienen colores de corola variables: blanco, rosado, rojo, amarillo y anaranjado. Investigaciones recientes de K.I. Mohamed indican que muchas de las plantas que actualmente se aceptan como parte de la especie en el sentido amplio, merecen reconocerse como variedades o aún especies diferentes. El taxón virulento, de flores rojas de Africa, puede ser relacionado con Striga elegans, el cual se ha diseminado con el avance agrícola. Los taxones nativos, incluyendo a S. hirsuta, S. pubescens, etc, han sido considerados correctamente como no dañinos a los cultivos. El complejo completo de S. asiatica y especies afines está siendo estudiado para aclarar las relaciones dentro del grupo.
Striga gesnerioides es la única especie que no ataca a los cereales, sino a los cultivos de hoja ancha, principalmente el caupí, pero ocasionalmente también al tabaco y a la patata dulce (camote). La diversidad de hospederos en la naturaleza es mucho mayor. Es también una especie rara al carecer de hojas desarrolladas, aunque las escamas y tallos de la planta contienen clorofila. S. gesnerioides es la más ampliamente distribuida en Africa, pues se presenta desde Marruecos y las Islas de Cabo Verde hasta las montañas del Mar Rojo de Sudán y al sur hasta Sudáfrica. También se encuentra en el sur de la península Arábica y en el subcontinente indio y fue introducida en la Florida, EE.UU., aparentemente como un contaminante de las semillas de leguminosas usadas en la recuperación de minas de fosfato. Afortunadamente, los biotipos que atacan al caupí, están ahora limitados al Africa Occidental y Central.
S. forbesii es una especie de flores rosadas con hojas dentadas, algo más anchas que las de S. hermonthica, se encuentra solamente en Africa y está restringida a los lugares más húmedos. Se ha informado como un problema en maíz, en Zimbabwe, sorgo en Tanzania y caña da azúcar en Somalia, pero su importancia es mucho menor que la de otras especies anteriormente discutidas.
Las especies Striga, aunque capaces de fotosintetizar, extraen fuertemente los carbohidratos, minerales y agua del hospedero. Además, estas especies causan profundos cambios fisiológicos en el hospedero, que pueden resultar en una severa reducción del vigor de la planta, a menudo hasta el límite de la completa destrucción del cultivo. Millones de hectáreas de tierra están afecctadas, especialmente en Africa, y como el problema está asociado con suelos infértiles, su propagación e importancia está siendo estimulada por el crecimiento de la población humana y la intensificación de cultivos asociada a este crecimiento.
A pesar de un incremento considerable en la conciencia sobre el problema de Striga, especialmente en Africa, poco progreso sustancial ha habido en la reducción de los daños de estas malezas. Esto se debe al hecho que las personas más afecctadas son los agricultores de subsistencia, pequeños agricultores. La FAO ha desarrollado paquetes para su control, pero estos incluyen el uso de herbicidas, equipos de aplicación y entrenamiento. Como la mayor parte del impacto de Striga es sobre el agricultor pequeño, se ha enfatizado en el desarrollo de variedades de cereales y caupí resistentes al Striga de forma tal que no se requieran insumos para el agricultor. Variedades de caupí con inmunidad total a S. gesnerioides (y a la fín Alectra vogelii) son ya disponibles como resultado de la investigación del IITA e instituciones asociadas (Singh y Emechebe 1992). Lineas de sorgo llamadas RSA, es decir, resistentes a Striga asiatica, resultan ser promisorias en India y en el sur de Africa, pero la resistencia de los cereales no es total y resulta especialmente difícil encontrar resistencia confiable, de alto nivel, a S. hermonthica. Sin embargo, los agricultores deben ser aconsejados a cultivar las variedades disponibles con menor grado de susceptibilidad para ser usadas en paquetes integrados, que puede incluir cultivos-trampa, el asocio de cultivos, la fertilización y la extracción manual (incluso herbicidas poco costosos).
Los cultivos trampa estimulan la germinación de Striga y no son atacados por las parásitas, por lo que es posible rotar estos cultivos con cereales susceptibles para inducir germinación suicida. El asocio de leguminosas, tales como cacahuete o caupí, entre los surcos de los cereales puede reducir significativamente el número de plantas de Striga que llegan a la madurez. El fertilizante, especialmente el nitrógeno, tiende a reducir, o al menos retrasar la emergencia de Striga y se puede usar para reducir más aún el número de parásitas que necesitan ser extraídas manualmente, para así evitar la producción de semillas. La extracción manual no es una solución para altas infestaciones, pero debe ser estimulada a fin de evitar que infestaciones nuevas o ligeras aumenten en su población, así como parte de métodos integrados de control de infestaciones moderadas. Las plantas que son extraídas dentro de 2-3 semanas del comienzo de la floración deben ser sacadas fuera del campo y quemadas de forma tal que no produzcan y arrojen sus semillas al suelo. El ganado no debe pastar plantas de Striga, ya que las semillas pasan a través del animal y se distribuyen en el estiércol. Donde esté disponible y sea factible para el agricultor, el herbicida 2, 4-D se puede usar antes de la floración de Striga, como alternativa a la extracción manual, pero en ocasiones puede necesitar de una segunda aplicación. Tampoco el 2, 4 D es seguro para su uso en asocio de cultivos de cereales y leguminosas. Cualesquiera que sean los métodos a utilizar, el objetivo ideal tiene que ser evitar toda producción de semillas de Striga. Un control continuado más allá de la cosecha es posible que sea necesario.
Musselman L.J., Bharathalakshmi, S.B. Safa, K.I. Mohamed y C.L. White 1991. Recent research on the biology of Striga asiatica, S. gesnerioides S. hermonthica. En: S.K. Kim (Ed.) Combating Striga in Africa. Proceedings, International Workshop, Ibadan, 1988. UTA, Ibadan, pp 31-41.
Singh B.B. y A.M. Emechebe 1992. Breeding for resistance to Striga y Alectra in cowpea. IITA Research, 4: 5-8.
